肺泡灌洗液

转发：1 可以用小鼠灌胃针做大鼠的气管插管。好处是大小比较合适，大鼠灌胃针有点长有点粗。灌胃针末端有一个膨大，结扎后较不易脱出。不好的一点是灌洗抽吸完毕后，常会滴出BALF来，弄得鼠板、台子上到处都是。解决方法是马上拿个注射器堵上。腰穿针、20ml注射器针头、CVP穿刺针我都拿来做过大鼠BAL，只要结扎牢固，绝对都是可以灌出来的。

2 若做大鼠双肺灌洗，可用5-6ml X3的无菌肝素生理盐水、PBS、Hank's液等。如果要取灌洗液细胞做原代培养，可以直接用不加血清的培养基（加酚红或无色的都可以）灌，细胞看起来状态不错。如果还要取组织做WB或RT，可以结扎一侧（如右侧）主支气管，另一侧灌洗。其实大鼠肺标本太“丰盛”了，以至于我们经常把绝大部分浪费掉了。

3 有日本人做小鼠BAL，每1ml来回反复灌5次。如果嫌麻烦，做大鼠可以每个5ml均重复注入-回抽操作3次。15ml约可回收9-12ml灌洗液（总回收率60-75%）。第一个5ml一般只能回收一半或更少。后面两个5ml回收率比较高。如果要提高第一个5ml的回收率，可以试试在注入液体之前先注入空气（约3-5ml）。

4 小鼠BALF回收率似乎比大鼠高（自己做的1.6mlX3，回收率可超过90%，大鼠只有70%上下），但这个没什么可比性。同体重（200-300g）的SD跟Wistar大鼠的BAL回收率没有任何统计学差异。

5 气管插管一定要双线结扎，保证结扎质量。支气管的结扎单线即可。分离气管无需过长，气管插管进入的长度也不宜过深，15mm左右，不脱出即可，超过3cm则容易进入一侧的主支气管，或刺破气管壁/隆突。

6 一般在体灌洗，不需要将肺、心从胸腔中游离出来。为保证注入液体时肺膨胀完全，我通常将胸骨沿长轴剪开，打开胸腔后再灌洗。注意不要让胸骨和肋骨的尖端刺破肺，否则……既然一滴也灌不出来，那就赶紧扔了做下一只老鼠。

7 BAL做顺了之后基本是纯体力活。没什么技术含量。

8 额外推荐一本经典著作，Methods in pulmonary research.上面有很多与肺有关的实验方法学。

猜测把BALF灌出来做细胞（分类）计数，检测总蛋白含量、可溶性胶原/PIIIP含量、TGF-beta1水平。