动物实验大全（第一部分）［涉及：用药量的换算，基本操作等］ [精华]

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wangempire

重症医学科

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实验动物抓取保定方法
一、小鼠的抓取保定
小鼠性情较温顺，挣扎力小，比较容易抓取和保定。抓取时，用左手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部（如图11-3所示）放在格板或铁笼上。趁着小鼠试图挣脱的瞬间，迅速用另外三个手指压住小鼠的尾巴根部握入手掌（如图11-4所示）；放松拇指和食指，用另外三个手指控制小鼠，然后用食指和拇指捏住小鼠头部两边疏松的皮肤提起小鼠（如图11-5所示），完成抓取保定。注意，抓小鼠尾巴应抓住尾巴中部或根部，不能仅捏住小鼠尾巴的尾端，因为这时小鼠的重量全部集中到尾端，如果小鼠挣扎，有可能弄破尾端。
在进行解剖、手术、心脏采血、尾静脉注射时，可将小鼠用线绳捆绑在木版上，或固定在尾静脉注射架及粗试管中。

引自：Victoria solberg:Laboratory manual for animal technicians
二、大鼠的抓取保定
抓取大鼠前最好戴上防护手套，右手轻轻抓住大鼠尾巴的中部并提起，迅速放在笼盖上或其他粗糙面上，左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行，以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。（如图11-6所示）
对大鼠在进行解剖、手术、心脏采血、尾静脉注射时，可用线绳加木版、尾静脉注射架等装置进行固定。
三、豚鼠的抓取保定
豚鼠性情温顺，胆小易惊，一般不易伤人。捉拿时，实验人员可先用手轻轻扣、按住豚鼠背部，顺势抓紧其肩胛上方皮肤，拇指和食指环其颈部，用另一只手轻轻托住其臀部，即可将豚鼠抓取保定（如图11-7所示）。抓取豚鼠需讲究稳、准、柔、快，不可过分用力抓捏豚鼠的腰腹部，否则容易造成肝破裂、脾淤血而引起死亡。如果在动物实验操作过程中，豚鼠挣扎剧烈，实验人员遇到这种情况，可以用纱布将豚鼠头部蒙住，把豚鼠置于实验台上，实验人员稍为用力扣、按住豚鼠，然后进行操作。
四、兔的抓取保定
家兔驯服不咬人，但四肢的爪尖锐，挣扎时容易抓伤人。抓取保定方法是用右手把两耳拿在手心并抓住颈后部皮肤，提起家兔，然后用左手托住臀部。
另一种方法是使用家兔保定栏，打开保定栏的前盖（如图11-8所示），抓取家兔放进栏内，右手抓住家兔耳朵将头部拉过保定栏的开孔，迅速关上栏门。假如家兔挣扎，可用手在它的背上轻轻扶摸，使它安静下来，因为家兔挣扎很容易损伤脊柱。
需要进行手术时，可将家兔固定在兔实验台上，四肢固定，门齿用细绳栓住，固定在实验台的铁柱上。

引自：Victoria solberg:Laboratory manual for animal technicians
五、犬的抓取保定
犬性情凶猛、咬人，但通人性。如果犬在动物实验前曾与实验人员有接触，受过驯养**，抓取保定就比较容易。受过驯养的犬或哔格犬的抓取保定，实验人员应弯下膝盖，一只胳膊绕着它的胸部，另一只胳膊绕着后肢的大腿，两只胳膊一起绕着将犬抱起。
取保定比较凶猛的犬时，应使用特制的长柄犬头钳夹住犬颈部，注意不要夹伤嘴或其他部位。夹住犬颈后，迅速用链绳从犬夹下面圈套住犬颈部，立即拉紧犬颈部链绳使犬头固定。再用1米长的绷带打一活套（如图11-9所示），从犬的背面或侧面将活套套在其嘴面部（如图11-10所示），迅速拉紧活套结，将结打在颌上，然后绕到下颌打一个结，最后将绷带引至颈后部打结固定。麻醉后用绷带捆住犬的四肢，固定在实验台上。头部用犬头固定器固定好后，就可解去嘴上的绷带，以利犬呼吸和实验人员观察。这时可以进行手术等实验操作。

引自：Victoria solberg:Laboratory manual for animal technicians
六、猴的抓取保定
（一）猴房内或露天大笼内捕捉
采用捕猴网进行捕捉，捕猴网是用尼龙绳编织成的网袋，网孔直径以不超过3厘米为宜，网口系在直径50厘米大小的钢筋圈上（钢筋直径约1厘米），捕猴网连有1.5米长的木柄。捕捉时动作要迅速准确，不要损伤头部及其他要害部位。猴入网后，将圈网按在地上，紧紧压住猴头或抓住颈后部（以防回头咬人），再将猴双前肢反背于猴的身后（如图11-11所示），捉住后将猴由网中取出，在捕捉凶猛的雄猴时应戴上防护皮手套，并有2~3个人紧密配合。
（二）笼内捕捉
指单笼饲养的实验猴在笼内的捕捉法，猴笼设计成笼的后壁可向前滑动（如图11-12所示），捕捉时拉动杠杆，使笼的后壁向前滑动，将猴夹在笼的前后壁之间，随即将猴的双前肢从笼隙拉出笼外并紧紧握住，使猴更加固定，另一人戴上防护手套推开笼门，抓住猴头，然后小心地将双前肢反背于猴的身后，由笼中提出猴子。
（三）固定椅固定
猴固定椅基本上是由头枷和坐椅构成，坐椅可升降，头枷可固定猴头。固定椅外型与尺寸见图11-13。固定椅可根据猴体型的大小随意旋转升降杠调整椅子的高低；猴头枷上颈孔的大小可根据猴脖子的粗细作调整。固定后猴的头部与身体以枷板分开，操作者可避免被咬伤和抓伤，枷板同时又是工作台，可放少量器械。

引自：Victoria solberg:Laboratory manual for animal technicians

实验动物采血
采血方法的选择，决定于实验的目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及 K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂.
１．取少量血
ａ．尾静脉　　大鼠、小鼠
ｂ．耳静脉　　兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊
ｃ．眼底静脉丛　兔、大鼠、小鼠
d．舌下静脉　　兔
e．腹壁静脉　　青蛙、蟾蜍
f．冠、脚蹼皮下静脉　鸡、鸭、鹅

２．取中量血
ａ．后肢外侧皮下小隐静脉　　　狗、猴、猫　
ｂ．前肢内侧皮下头静脉　　　　狗、猴、猫
ｃ．耳中央动脉　　　　兔
ｄ．颈静脉　　　狗、猫、兔
ｅ．心脏　　　豚鼠、大鼠、小鼠
ｆ．断头　　　大鼠、小鼠
ｇ．翼下静脉　　鸡、鸭、鸽、鹅
ｈ．颈动脉　　　鸡、鸭、鸽、鹅

３．取大量血
ａ．股动脉、颈动脉　　狗、猴、猫、兔
ｂ．心脏　　　　　　　狗、猴、猫、兔　
ｃ．颈静脉　　　马、牛、山羊、绵羊
ｄ．摘眼球　　　大鼠、小鼠

采动物品种　最大安全采血量(ml) 最小致死采血量(ml)
小鼠　　　　　　　　0.2 　　　　　　　0.3
大鼠　　　　　　　　　1 　　　　　　　 2
豚鼠　　　　　　　　　5 　　　　　　　10
兔　　　　　　　　　　10 　　　　　　　 40
狼狗　　　　　　　　 100 　　　　　　　500
猎狗　　　　　　　　 50 　　　　　　　 200
猴　　　　　　　　　　 15 　　　　　　　 60
1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血 0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8～1.2ml;大鼠约5-10ml。
5.心脏采血鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体采血方法与豚鼠相同。若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。小鼠约0.5-0.6ml；大鼠约0.8-1.2ml。
6.颈动静脉采血先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试管内。
7.腹主动脉采血最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术架上，从腹正中线皮肤切开腹腔，使腹主动脉清楚暴露。用注射器吸出血液，防止溶血。或用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术剪刀，剪断动脉，使血液喷入盛器。
8.股动(静)脉采血先由助手握住动物，采血者左手拉直动物下肢，使静脉充盈。或者以搏动为指标，右手用注射器刺入血管。体重15-20g 小鼠采血约0.2-0.8ml，大鼠约0.4-0.6ml。
豚鼠采血法
1.耳缘剪口采血将耳消毒后，用锐器(刀或刀片)割破耳缘，在切口边缘涂抹20%柠檬酸钠溶液，阻止血凝，则血可自切口自动流出，进入盛器。操作时，使耳充血效果较好。此法能采血0.5ml左右。
2.心脏采血取血前应探明心脏搏动最强部位，通常在胸骨左缘的正中，选心跳最显的部位作穿刺。针头宜稍细长些，以免发生手术后穿刺孔出血，其操作手法详见兔心脏采血。因豚鼠身体较小，一般可不必将动物固定在解剖台上，而可由助手握住前后肢进行采血即可。成年豚鼠每周采血应不超过10ml为宜。
3.肌动脉采血将动脉仰位固定在手术台上，剪去腹股沟区的毛，麻醉后，局部用碘酒消毒。切开长约2-3cm的皮肤，使股动脉暴露及分离。然后，用镊子提起股动脉，远端结扎，近端用止血钳夹住，在动脉中央剪一小孔，用无菌玻璃小导管或聚乙烯、聚四氟乙烯管插入，放开止血钳，血液即导管口流出。一次可采血10-20ml。
4.背中足静脉取血助手固定动物，将其右或左右膝关节伸直提到术者面前。术者将动物脚背面用酒精消毒，找出背中足静脉后，以左手的拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手拿的注射针刺入静脉。拔针后立即出血，呈半球状隆起。采血后，用纱布或脱脂棉压迫止血。反复采血时，两后肢交替使用。
兔采血法
1.耳静脉采血本法为最常用的取血法之一，常作多次反复取血用，因此，保护耳缘静脉，防止发生栓塞特别重要。将兔放入仅露出头部及两耳的固定盒中，或由助手以手扶住。选耳静脉清晰的耳朵，将耳静脉部位的毛拔去，用75%酒精局部消毒，待干。用手指轻轻摩擦兔耳，使静脉扩张，用连有5(1/2)号针头的注射器在耳缘静脉末端刺破血管待血液漏出取血或将针头逆血流方向刺入耳缘静脉取血，取血完毕用棉球压迫止血，此种采血法一次最多可采血5-10ml。
(2.耳中央动脉采血将兔置于兔固定筒内，在兔耳的中央有一条较粗、颜色较鲜红的中央动脉，用左手固定兔耳，右手取注射器，在中央动脉的末端，沿着动脉平行地向心方向刺入动脉，即可见动脉血进入针筒，取血完毕后注意止血。此法一次抽血可达15ml。但抽血时应注意，由于兔耳中央动脉容易发生痉挛性收缩，因此抽血前，必须先让兔耳充分充血，当动脉扩张，未发生痉挛性收缩之前立即进行抽血，如果等待时间过长，动脉经常会发生较长时间的痉挛性收缩。取血用的针头一般用6号针头，不要太细。针刺部位从中央动脉末端开始。不要在近耳根部取血，因耳根部软组织厚，血管位置略深，易刺透血管造成皮下出血。
3.心脏取血将家兔仰卧固定，在第三肋间胸骨左缘3毫米处注射针垂直刺入心脏，血液随即进入针管。注意事项有：⑴动作宜迅速，以缩短在心脏内的留针时间和防止血液凝固；⑵如针头已进入心脏但抽不出血时，应将针头稍微后退一点。⑶在胸腔内针头不应左右摆动以防止伤及心，肺、一次可取血20-25ml。
4.后肢胫部皮下静脉取血将兔仰卧固定于兔固定板上，或由一人将兔固定好。拔去胫部被毛，在胫部上端股部扎以橡皮管，则在胫部外侧浅表皮下，可清楚见到皮下静脉。用左手两指固定好静脉，右手取带有5(1/2)号针头的注射器内皮下静脉平行方向刺入血管，抽一下针栓，如血进入注射器，表示针头已刺入血管，即可取血。一次可取2～5ml。取完后必须用棉球压迫取血部位止血，时间要略长些，因此处不易止血。如止血不妥，可造成皮下血肿，影响连续多次取血。
5.股静脉、颈静脉取血先作股静脉和颈静脉暴露分离手术
⑴股静脉取血注射器平行于血管，从股静脉下端向心方向刺入，徐徐抽动针栓即可取血。抽血完毕后要注意止血。股静脉较易止血，用于纱布轻压取血部位即可。若连续多次取血，取血部位宜尽量选择靠离心端。
⑵外颈静脉取血注射器由近心端(距颈静脉分支2-3厘米处)向头侧端顺血管平等方向刺入，使注射针一直引深至颈静脉分支叉处，即可取血。此处血管较粗，很容易取血，取血量也较多，一次可取10ml以上。取血完毕，拔出针头，用干纱布轻轻压迫取血部位也易止血。兔急性实验的静脉取血，用此法较方便。
狗、猫采血法
1.后肢外侧小隐静脉和前肢内侧下头静脉采血此法最常用，且方便。后肢外侧小隐静脉在后肢胫部下1/3的外侧浅表的皮下，由前侧方向后行走。抽血前，将狗固定在狗架上或使狗侧卧，由助手将狗固定好。将抽血部位的毛剪去，碘酒一酒精消毒皮肤。采血者左手拇指和食指握紧剪毛区上部，使下肢静脉充盈，右手用连有6号或7号针头的消毒器迅速穿刺入静脉，左手放松将针固定，以适当速度抽血(以无气泡为宜)。或将胶皮带绑在狗股部，或由助手握紧股部，即可，若仅需少量血液，可以不用注射器抽取，只需用针头直接刺入静脉，待血从针孔自然滴出，放入盛器或作涂片。采集前肢内侧皮下的头静脉血时，操作方法基本与上述相同。一只狗一般采10-20ml血并不困难。
2.股动脉采血本法为采取狗动脉血最常用的方法。操作也较简便。稍加以训练的狗，在清醒状态下将狗卧位固定于狗解剖台上。伸展后肢向外伸直，暴露腹肥肉沟三角动脉搏动的部位，剪去毛。用碘酒消毒。左手中指、食指探摸股动脉跳动部位，并固定好血管，右手取连有5(1/2)号针头的注射器，针头由动脉跳动处直接刺入血管，若刺入动脉一般可见鲜红血液流入注射器，有时还需微微转动一下针头或上下移动一下针头，方见鲜血流入。有时，往往刺入静脉，必须重抽之。待抽血完毕，迅速拔出针头，用干药棉压迫止血2～3分钟。
3.心脏采血本法最好在麻醉下进行，驯服的狗不麻醉也行。将固定在手术台上，前肢向背侧方向固定，暴露胸部，将左侧第3-5肋间的被毛剪去，用碘酒-酒精消毒皮肤。采血者用左手触摸左侧3-5肋间处，选择心跳最显处穿刺。一般选择胸骨左缘外1cm第4肋间处。取连有6(1/2)号针头的注射器，由上述部位进针，并向动物背侧方向垂直刺入心脏。采血者可随针接触心跳的感觉，随时调整刺入方向和浓度，摆动的角度尽量小，避免损伤心肌过重，或造成胸腔大出血。当针头正确刺入心脏时，血即可进入抽射器，可抽取多量血液。
4.耳缘静脉采血本法宜取少量血液作血常规或微量酶活力检查等。有训练的狗不必绑嘴，剪去耳尖部短毛，即可见耳缘静脉，手法基本与兔相同。
5.颈静脉狗不需麻醉，经训练的狗不需固定，未经训练的狗应予固定。取侧卧位，剪去颈部被毛约10×3cm2范围，用碘酒、酒精消毒皮肤。将狗颈部拉直，头尽量后抑。用左手拇指压住颈静脉入胸部位的皮肤。使颈静脉怒张，右手取连有6(1/2)号针头的注射器。针头沿血管平行方向向心端刺往前血管。由于此静脉在皮下易滑动，针刺时除用左手固定好血管外，刺入要准确。取血后注意压迫止血。采用此法一次可取较多量的血。猫的采血法基本与狗相同。常采用前肢皮下头静脉、后肢的股静脉、耳缘静脉取血。需大量血液时可从颈静脉取血。方法见前述。
猴采血法
与人类的采血法相似，常用者有以下几种：
1.毛细血管采血需血量少时，可在猴拇指或足跟等处采血。采血方法与人的手指或耳垂处的采血法相同。
2.静脉采血最宜部位是后肢皮下静脉及外颈静脉。后肢皮下静脉的取血法与狗相似。用外颈静脉采血时，把猴固定在猴台上，侧卧，头部略低于台面，助手固定猴的头部与肩部。先剪去颈部的毛，用碘酒-酒精消毒，即可见位于上颌角与锁骨中点之间的怒张的外颈静脉。用左手拇指按住静脉，右手持连6(1/2)号针头的注射器，其它操作与人的静脉取血同。也可在肘窝、腕骨、手背及足背选静脉采血。但这些静脉更细、易滑动、穿刺难，血流出速度慢。
3.动脉采血股动脉可触及。取血量多时常被优先选用，手法与狗股动脉采血相似。此外，肱动脉与桡动脉也可用。
小鼠采血的几个问题：
1。最大安全采血量：小鼠循环血量占体重的6%，或50-70mi/kg
采血占全血量的10%不会对机体造成严重的不良影响。3-4周后可以重新采集一次。
特别注意的是：老年小鼠血量降低。疾病会加重不良反应，所以必须考虑这些影响因素。
采血后应补充响应体积的液体
如果需要很短时间反复采血，比如每天一次，每次的采血量不应超过全血的1%。
30g*6%=血量1.8mls
1.8mls*10%=0.18mls(最大安全采血量)
2。隐静脉采血法
隐静脉采血法是小量、反复小鼠采血的常用方法。特点是不用麻醉
3。颈静脉采血法
隐静脉采血法也是小量、反复小鼠采血的常用方法。特点是需要麻醉
4。心脏穿刺采血法。
麻醉动物
将动物仰放
局部酒精消毒
用塑料注射器，从动物的左侧胸部，肋沿下，心尖部向右侧15-30度角刺入心脏，给小负压，小心操作

实验小鼠给药和采血方法
给药方法
1．灌胃给药
小鼠专用灌胃针由注射器和喂管组成，喂管长约1nm，喂管尖端焊有一金属小圆球，金属球中空，用途是防止喂管插入时造成损伤。金属球弯成20度角，以适应口腔与食道之间弯曲。将喂管插头紧紧连接在注射器的接口上，吸入定量的药液；左手捉住小鼠，右手拿起准备好的注射器。将喂管针头尖端防放进小鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，喂管会顺着食管滑入小鼠的胃，插入深度约3cm。用中指与拇指捏住针筒，食指按着针竿的头慢慢往下压，即可将注射器忠的药液灌入小鼠的胃中。在插入过程中如遇到阻力或可看见1/3的针管，则江喂管取出重新插入，因为这时灌胃并没有插入胃中。
2．注射给药
（1）皮**射给药
皮**射给药是将药液推入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。作皮**射常选项背或大腿内侧的皮肤。操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。注射量约为0.1-0.3ml/10g体重。
（2）皮内注射给药
是将药液注入皮肤的表皮河真皮之间，观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应，接种、过敏实验等一般作皮内注射。先将注射部位的被毛剪掉，局部常规消毒，左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连接4.5针头穿刺，针头进入皮肤浅层，再向上挑起并梢刺入，将药液注入皮内。注射后皮肤出现一白色小皮丘，而皮肤上的毛孔极为明显。注射量为0.1ml/次。
（3）肌肉注射给药
小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。操作时1人保定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重.
(4)静脉注射给药
将小鼠放在金属笼或鼠夹中,通过金属笼或鼠夹的孔拉出尾巴,用左手抓住小鼠尾巴中部.小鼠的尾部有2条动脉和3条静脉,2条动脉分别在尾部的背侧面和腹侧面,3条静脉呈品字型分布,一般采用左右两恻的静脉.拔去沿尾部静脉走向的毛,置尾巴于45-50℃温水中浸泡几分钟或用75%酒精棉球反复擦拭尾部,以达到消毒和使尾部血管扩张及软化表皮角质的目的.行尾部静脉注射时,以左手拇指和食指捏住鼠尾两恻,使静脉更为充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指夹住尾巴的末梢,右手持4号针头注射器,使针头与静脉平行(小于30°角),从尾巴的下1/4处进针,开始注入药物时应缓慢,仔细观察,如果无阻力,无白色皮丘出现,说明已刺入血管,可正式注入药物.有的实验需连日反复尾静脉注射给药,注射部位应尽可能从尾端开始,按次序向尾根部移动,更换血管位置注射给药。注射量为0.05-0.1ml/10g体重。拔出针头后，用拇指按住注射部位轻压1-2min，防止出血。
（5）腹腔注射
左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针3nm左右，接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。注射量为0.1-0.2ml/10g体重。
（二）采血
1．剪尾采血
左手拇指和食指从背部抓住小鼠颈部皮肤，将小鼠头朝下，小鼠保定后将其尾巴置于50°热水中浸泡数分钟，使尾部血管充盈。擦干尾部，再用剪刀或刀片剪去尾尖1-2mm，用试管接流出的血液，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后用棉球压迫止血并用6%液体火棉胶涂在伤口处止血。每次采血量0.1mL。
2．摘除眼球采血
左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。用眼科弯镊迅速夹去眼球，将鼠倒立，用器皿接住流出的血液。采血完毕立即用纱布压迫止血。每次采血量0.6-0.1mL。
3．心脏采血
小鼠仰卧位固定，剪去胸前区被毛，皮肤消毒后，用左手食指在左侧第3-4肋间触摸到心搏处，右手持带有4-5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当刺中心脏时，血液会自动进入注射器。每次采血量0.5-0.6mL。
4．断头采血
右手用剪刀剪断小鼠颈部约1/2-4/5，让血液流入试管。此法可采血0.8-1.2mL。
——摘自《中医实验动物学》

实验动物分组和标记编号方法
一、分组
（一）分组原则
实验动物分组应严格按照随机分组的原则进行，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组中去，尽量避免人为因素对实验造成的影响。
（二）建立对照组
实验动物分组时应特别注意建立对照组。对照组可分自身对照组和平行对照组。
1．自身对照组
自身对照是把实验动物本身在动物实验前、后两阶段的各项相关数据，分别作为对照组和实验组的结果并进行统计学处理。
2．平行对照组
平行对照组分正对照组和负对照组（空白对照组）两种。正对照组是对实验动物实施与实验动物相同但排除了所要观察的目的因子（如治疗手段或药物）的处理，负对照组则不作任何处理，这种方法就是平行对照组。例如要观察某种药物的药效，对实验组动物采用肌肉注射的给药方法；正对照组动物同样进行肌肉注射，但注射的不是药物而是同等剂量的生理盐水，以便排除肌肉注射生理盐水可能产生的影响；负对照组动物则不进行肌肉注射，并与实验组动物和正对照组动物在相同的环境和条件下饲养，作为空白对照。

二、标记编号

对随机分组后的实验动物进行标记编号，是动物实验准备工作中相当重要的一项工作。标记编号方法应保证编号不对动物生理或实验反应产生影响，且号码清楚、易认、耐久和适用。目前常用的标记编号方法有染色法、耳孔法、烙印法、挂牌法等标记编号方式。此外还有针刺法、断趾编号法、剪尾编号法、被毛剪号法、笼子编号法等。
（一）染色法
染色法是用化学药品在实验动物身体明显的部位，如被毛、四肢等处进行涂染，以染色部位、颜色不同来标记区分实验动物，是最常用、最易掌握的经济犯罪分子方法。
1．常用染色剂
（1）3% ~ 5%***溶液，可染成黄色。
（2）0.5% 中性红或品红溶液,可染成红色。
（3）2%硝酸银溶液，可染成咖啡色（涂染后在可见光下暴露十分钟）。
（4）煤焦油酒精溶液，可染成黑色。
2．染色方法
染色法适用于被毛白色的实验动物如大白鼠、小白鼠等。
（1）单色涂染法（如图11-1所示）
单色涂染法是用单一颜色的染色剂涂染实验动物不同部位的方法。常规的涂染顺序是从左到右、从上到下。左前肢为1号、左侧腹部2号、左后肢3号、头部4号、背部5号、尾根部6号、右前肢为7、右侧腹部8号、右后肢9号、不作染色标记为10号。此法简单、易认，在每组实验动物不超过10只的情况下适用。
（2）色涂染法（如图11-1所示）
双色涂染法是采用两种颜色同时进行染色标记的方法。例如用***（黄色）染色标记作为个位数，用品红（红色）染色标记作为十位数。个位数的染色标记方法同单色涂染法；十位数的染色标记方法参照单色涂染法，即左前肢为10号、左侧腹部20号、左后肢30号、头部4 0号、背部50号、尾根部60号、右前肢70号、右侧腹部80号、右后肢90号，第100号不作染色标记。比如标记第12号实验动物，在其左前肢涂染品红（红色），在其左侧腹部涂上***（黄色）即可（如图11-1所示）。双色法色法可标记100位以内的号码。
（3）直接标号法
直接标号法是使用染色剂直接在实验动物被毛、肢体上编写号码的方法。实验动物太小或号码位数太多时，不宜采用此方法。
染色法虽然简单方便，不会给实验动物造成损伤和痛苦，但是长时间实验会使涂染剂自行褪色，或由于实验动物互相嬉闹、舔毛、摩擦、换毛、粪尿和饮水浸湿被毛等原因，易造成染色标记模糊不清，因而染色法对慢性实验不适用。如果所做慢性实验只能采用此种染色方法，则应注意不断地补充和加深染色。
另外，常用染色剂的毒性对实验动物的影响也是需要注意的一个问题。
（二）孔法
耳孔法是用打孔机直接在实验动物的耳朵上打孔编号，根据打在动物耳朵上的部位和孔的多少，来区分实验动物的方法（如图11-2所示）。用打孔机在耳朵打孔后，必须用消毒过的滑石粉抹在打孔局部，以免伤口愈合过程中将耳孔闭合。耳孔法可标记三位数之内的号码。另一种耳孔法是用剪刀在实验动物的耳郭上剪缺口的方法，作为区分实验动物的标记。
（三）烙印法
烙印法是直接把标记编号烙印在实验动物身体上的方法，尤如盖印章一样。烙印方法有两种，对犬等大动物，可将标记号码烙印在其皮肤上（如耳、面、鼻、四肢等部位），对家兔、豚鼠等动物，可用数字号码钳在其耳朵上刺上号码；烙印完成后，伤口涂抹酒精黑墨等颜料，即可清楚读出号码。烙印法对实验成绩动物会造成轻微损伤，操作时宜轻巧、敏捷，必要时麻醉，以减少痛苦。
（四）挂牌法
挂牌法是将编好的号码烙印在金属牌上，挂在实验动物颈部、耳部、肢体或笼具上，用来区别实验动物的一种方法。金属牌应选用不生锈、刺激小的金属材料，制成轻巧、美观的小牌子。
实验人员可根据实验动物品种、实验类型及实验方式，选择合适的标记编号方法。一般来说，大、小鼠多采用染色法，家兔宜使用耳孔法，犬、猴、猫较适合挂牌法，犬还可用烙印法。

哺乳类实验动物病理剖检方法一、基本要求
（一）实验动物背景资料记录
（1）实验动物来源、种类、年龄、性别、原编号、体重、临床症状等。
（2）剖检时间、地点，麻醉方法、时间、麻醉者，处死方法、解剖者、记录人、温度、湿度。
（3）其他指标：动物剖杀前禁食（不禁水）时间一致，为12h。
（二）体表检查
一般用于组织学取材的实验动物剖杀前应先隔离检疫7~10d，用于实验组和对照组动物的病理剖检视不同动物实验的要求而定。剖检前的体表检查项目如下：
1．发育状态
体格发育是否与年龄、品种相称，各部发育比例是否正常，有无畸形。
2．营养状态
丰满还是消瘦，检查时可用手抚摸实验动物背、腰部，营养良好时，背腰部厚实，皮肤弹性好。营养不良时，背腰部椎骨突出，肋骨明显。
3．精神状态
实验动物的自主活动、运动情况，对外界的反应（迟钝或亢进）、步态如何。
4．感觉器官
眼睛的瞳孔是否清晰等，有无分泌物，眼睑有无发炎及红肿，球结膜颜色变化，有否潮红、苍白、黄染或发绀。
5．呼吸系统
呼吸动物如呼吸次数、节律、有无呼吸困难；上呼吸道检查如鼻腔分泌物多少、有无喷嚏和咳嗽；必要时可通过听诊检查肺部。
6．消化系统
采食与饮水观察，包括食欲废绝、减退、亢进和异嗜，口腔黏膜颜色和气味。有无呕吐、腹泻、便秘，肛周有无污物，粪便数量、硬度、颜色、气味等。
7．被毛和皮肤
检查皮肤颜色、温度、弹性、有无创伤、脓疡、疥癣、湿疹，毛发色泽、疏密、有无脱落。
（三）病理取材基本要求
（1）病理检查应分层次进行，先进行一般外观观察，然后剖检观察，再进行光镜详细检查。
（2）通常选择正常与病变交界处组织，即包括病变本身及病变周围组织。
（3）对照组动物相同器官取材时，选材部位应尽量一致。
（4）肉眼看不到的明显病变时，各试验组选取标本位置应一致。
（5）所选组织应包括脏器全部层次结构或重要结构，如肾应包括皮质、髓质和肾盂。
（6）体积大和分叶的器官，应视不同组织选取多个部位，小器官可整体取材并固定，如淋巴结、扁桃体、甲状腺等。
（7）胃肠标本应将内容物冲洗掉，以免内容物影响组织固定，产生自溶。
（8）所取材料应尽量保持肉眼标本的完整性，不宜过厚或过薄，一般厚约3~5mm，大小为1.5~2cm2。
（9）切取组织时不要挤压，使用锋利刀具，少用剪刀，勿选用被器械钳压过的部位。
（10）标本取材要熟悉，尽可能快的完成整个过程，特别是易自溶的组织，如肠道、脑、腺体等。
（11）剖检记录应客观、详细，用形象描述而不能用诊断的病名来代替。
（12）同一实验中的对照组和实验组动物应交叉剖检，严格统一各种条件和操作，尽量避免各种可能的干扰因素。

二、病理剖检基本操作
（一）常用器械及使用方法
1．解剖刀
主要用于切开和分割软组织，刀片宜用血管钳（可持针钳）夹持安装，避免割伤手指。常用的持刀法有以下4种：执弓式、抓持式、执笔式、反挑式。
2．手术剪
用于分离与剪开
3．血管钳
用于分离和钳夹组织，钳夹缝合针和布巾等。
4．手术镊
用于夹持组织，以利于解剖和缝合。
5．拉钩
用于牵引和暴露
（二）基本操作
1．切开
在同一平面上时，先绷紧组织，将刀刃与平面垂直，用力要得当，一次垂直切开，切口整齐而不偏斜，禁止斜切和锯切，以减少损伤。切开多层组织时，一般应按组织层次分层切开，避免损伤深层组织器官。
2．组织分离法
可用锐性分离法，使用刀、剪等锐性器械直接切割，如皮肤、黏膜、精细结构和紧密连结组织的分离；也可用钝性分离法，使用分柄、止血钳、剥离器，手指等分离，如肌肉，疏松结缔组织等的分离。
3．结扎
用丝线打结的方法扎组织和血管，参与缝合器官和皮肤。
4．止血
大量出血导致胸、腹部积血使剖检视野模糊不清，可能会影响和干扰病变的辨别和取材，因此动物剖检有时要求止血。
（1）纱布块压迫止血法。剖检过程中，为观察病变性质和部位，辨清组织和神经、血管通路，以及对较广泛的毛细血管渗出，可用纱布按压施行短暂性的止血，但不可用纱布来回擦拭血液，以免损伤组织。
（2）钳夹止血法。先用纱布块止血，看清出血点或血管后用止血钳的尖端垂直对准出血点，迅速而准确的钳夹并捻转，使血管闭塞而止血。
（3）结扎止血法。用于动脉出血或较大的血管出血。

三、剖检取材程序
（一）实验动物尸体的固定
通常为仰卧位固定。
（二）剖检顺序
多为先腹腔后胸腔，再脑、脊髓、骨髓、皮肤肌肉等。取材顺序基本与此相同。
（三）检查内容
1．位置
有无移位、异位
2．大小
体积增大、缩小或肿大
3．色泽
整体或局部颜色的增减改变。
4．附加物
有无出血、积液、粘连。
5．质地
硬、韧、软等。
6．切面
多汁、泡沫状、带血、脓汁、干燥等。
7．中空器官的黏膜面
有无出血、溃疡、增厚、隆起物等。
（四）剖检和取材程度
1．腹腔和腹腔器官
沿腹部正中线切开剑突至肛门之间的腹前壁，再沿最低位肋骨分别向左右两侧切开侧腹壁至脊柱两旁，完全暴露腹腔器官。观察有无积液、血液和炎性渗出物，如有则用吸管吸出，测量容积并经离心沉淀涂片检查，必要时作细菌培养。检查粘膜是否光滑，有无充血、瘀血、出血、破裂、脓肿、粘连、肿瘤、寄生虫等，膈的紧张度及有无破裂。
（1）脾脏。检查大小、厚薄、硬度、性状、色泽、有否肥厚、破裂等。然后沿长轴将脾切成两半，切面要平整，检查脾小梁、红髓、滤泡的色泽，切面的出血量。
（2）胰腺。检查胰腺色泽和硬度，切面检查有无出血。
（3）胃肠。检查胃的大小、胃肠道浆膜面的色泽，有无粘连、肿瘤、寄生虫结节。然后沿胃大弯、肠系膜附着部依次剪开胃、十二指肠、空肠、回肠、盲肠、结肠、直肠。观察胃内有无异物，内容物的气味及性状，除去内容物，检查黏膜颜色，有无充血、出血、化脓。采用边剪开边观察的办法检查肠管，观察肠内容物数量、性状，有无气体、血液、异物、寄生虫，肠黏膜皱壁有无增厚、水肿、充血、粘液量、溃疡、坏死、淋巴组织性状及有无炎症。
（4）肾脏。首先检查肾脏大小、硬度、被膜是否容易剥离，肾表面的色泽、平滑度，有无疤痕、出血变化。然后检查切面皮质和髓质的色泽，有无瘀血、出血、化脓和梗死。注意观察皮质和髓质交界处的切面是否隆突，以及肾盂、输尿管、肾淋巴结的性状，有无肿瘤及寄生虫等。
（5）肝脏。首先检查肝脏的大小、被膜的性状、边缘的厚薄、实质的硬度和色泽，以及肝淋巴结、血管、肝管等的性状。然后作切面，检查切面的出血量、色泽，肝小叶性状、有无脓肿、肝坏死等变化。
（6）肾上腺。观察外形、大小、色泽和硬度，作纵切和横切，检查皮质和髓质的色泽及有无出血。
2．盆腔器官
（1）膀胱。检查膀胱的大小、尿量及色泽，黏膜有无出血、炎症和结石等。
（2）雄性生殖器官。检查睾丸、附睾、凝固腺、前列腺有无粘连、出血、水肿、积液等。
（3）雌性生殖器官。沿子宫体背侧剪开子宫角，检查子宫内膜的色泽、有无充血、出血、炎症等，观察卵巢和输卵管有无粘连、出血、水肿、积液等。
3．胸腔、口腔及其器官
用镊子夹住胸骨剑突，剪断膈肌与胸骨的连结，提起胸骨，在胸椎两侧分别剪断左、右侧胸壁的肋骨，取下整个胸壁，打开胸腔，依次取出胸腺和心脏。将下颌骨的两下颌支内侧与舌连结的肌肉切断，将咽、喉、气管、食道与周围组织分离，用镊子夹住气管向上提起，剪断肺与胸膜的连结韧带，然后将咽、喉、气管、食道连同整个肺脏一并取出。如有积液应观察其数量和性状，尽量吸取，测量容积并涂片，检查胸膜色泽，有无出血、充血或粘连。
（1）心脏。剪开心包膜，暴露心脏，注意心包的光泽度及心包内液体的情况，心脏的大小、外形、心外膜情况。自下腔静脉入口处至右心房作直线剖开，从此直线中点沿心脏右缘剖至心尖部，从距离心尖部与心室间隔右侧1cm处平行地剖至肺动脉；检查右心房、右心室、三尖瓣、肺动脉瓣、腱索有否病变。自左右静脉入口处将左心房直线切开，沿心脏左缘剖至心尖部，再从距离心尖部与心室间隔左侧1cm处平行地剖开左心室的前壁和主动脉，检查二尖瓣、主动脉瓣、腱索有无病变，左心房、左心室内壁有无出血和感染。自冠状动脉口起剪开前降支和旋支，在主动脉根部右侧，于右心室的心外膜找到右冠状动脉主干，先横切一刀，再剪至后降支；观察有无粥样硬化和血栓等。
（2）口腔。检查牙齿的变化，口腔黏膜的色泽、有无外伤、溃疡和白斑，舌黏膜有无出血、外伤及舌苔的情况。
（3）咽喉。观察喉头、会厌软骨黏膜的色泽、淋巴结的性状及喉囊有无积脓。
（4）鼻腔。检查鼻腔和鼻中隔黏膜的色泽、有无出血、炎性水肿、结节、糜烂、溃疡穿孔及疤痕等。
（5）下颌及颈部淋巴结。检查下颌及颈部淋巴结的大小、硬度、有无出血和化脓等。
（6）气管。检查气管有无出血、黏液量等。
（7）肺脏。检查肺的色泽、有无出血、炎症、肺气肿、肺萎缩、肿瘤等。
（8）其他器官。胸腺，甲状腺，扁桃体等的色泽、有无粘连、出血、水肿等。
4．颅腔及脑
以猴为例，剥离颅顶部软组织，沿眉弓至枕外隆凸上0.5cm处的连线，用弓形锯环绕该线锯开颅骨外板及板障，然后用丁字凿轻轻凿开内板，揭开颅盖，此时可见覆盖于脑表面的硬脑膜，切开硬脑膜暴露脑组织，在距颅骨锯口断端上0.5cm处，从前向后环行剪开硬脑膜，枕部的硬脑膜应保留1.5cm长，防止取脑过程向后推压脑组织时，枕骨断端损坏枕叶脑组织。向后方轻轻揭起硬脑膜及大脑镰，暴露脑组织，用手指从额骨前上方伸入颅前窝，轻轻推压大脑额叶，直至见到筛板上的嗅球为止，切断嗅丝与嗅球的联系，将嗅球与脑一齐拉起，见到视神经和视交叉时立刻停止，在脑底附近依次切断颈内动脉、视神经，再将脑向后拉，可见到垂体及漏斗，继续将脑向后拉起，切断连于脑的脑神经。从脑干腹侧面把手术刀伸入枕骨大孔，切断脊髓，即可将脑取出，用流水冲洗干净备用。新鲜脑很软，易变形和受挫伤，操作过程中必须用手扶托，取出脑后应立刻用纱布包裹，浸泡固定液中保存，以免变形。
检查软脑膜、硬脑膜血管充盈情况，脑回之间的脑沟中液体的数量与色泽，脑表面凸起或凹下的地方是否明显，可用手触膜判定其硬度。用刀将脑做一水平切面，保留胼胝体，暴露侧脑室，注意检查尾状核有无出血、软化灶。侧脑室内容物数量、性质，然后将脑做多处切面，检查有无变化。

四、脏器测量和称重
（1）解剖后应迅速将脏器称重，以免水分蒸发造成差异，特别是肾上腺等小器官的称重。
（2）脏器称重前应尽量将周围脂肪组织和结缔组织剔除，并用滤纸吸去脏器表面血液及体液，特别是肾上腺、甲状腺、前列腺等较小的器官，更要新鲜称重，防止器官干燥失水而重量减轻。
（3）空腔器官称重前，应清除其腔内液体，如心脏应除去血块。

实验动物被毛去除方法

动物实验前应去除实验操作局部的被毛，以免影响实验操作和观察。常用的被毛去除方法有拔毛法、剪毛法、剃毛法和脱毛法四种。
一、拔毛法
实验动物被固定后，用食指和拇指将暴露部位的毛拔去。进行采血或动、静脉穿刺时，常用此方法暴露血管穿刺的部位。拔毛不但暴露了血管，而且刺激了局部组织产生扩张血管的作用。如作兔耳缘静脉和鼠静脉采血，就要拔去上述静脉表面的被毛。
二、剪毛法
实验动物被固定后，用水湿润局部被毛，绷紧局部皮肤，用剪刀紧贴皮肤表面剪去被毛。这是家兔和犬颈部手术，家兔胸、腹部手术，局部皮肤需要去除被毛时常采用的方法。注意剪毛过程中切不可提起被毛，以免剪伤皮肤。同时为了避免被毛到处飞扬，应预先准备一个盛有自来水的杯子装载剪下来的被毛。
三、剃毛法
实验动物固定后，用刷子蘸温肥皂水将需要暴露部位的被毛湿透，用剪刀剪去被毛，然后用剃毛刀逆被毛生长方向剃去残留被毛。剃毛时必须绷紧局部皮肤，尽量不要剃破皮肤。剃毛法常用于大动物手术区域皮肤的术前准备。剃毛刀除专用刀具外，尚可用止血钳夹持半片新剃须刀片代替，但要小心不要割破皮肤或血管。
四、脱毛法
脱毛法是采用化学脱毛剂进行脱毛的方法。此法常用于大动物无菌手术，局部皮肤刺激性实验，观察实验动物局部血液循环等实验。
（一）常用脱毛剂配方
（1）配方1：硫化纳8g溶于100ml水中。
（2）配方2：硫化纳：肥皂粉：淀粉的比例为3：1：7，再加水调至糊状。
（3）配方3：硫化纳10g和生石灰15g溶于100ml水中。
（二）脱毛方法
使用脱毛剂前应剪去局部被毛，但剪毛前不能用水湿润被毛，以免脱毛剂流入毛根造成损伤。脱毛时用镊子夹棉球或纱布团蘸脱毛剂涂抹一层在已剪去被毛的部位，3~5分钟后，用温水洗去脱下的毛和脱毛剂。再用干纱布将水檫干，涂上一层油脂。注意操作时动作应轻巧，以免脱毛剂沾在实验人员的皮肤、粘膜上，造成不必要的损伤。
配方1和2适用于家兔和啮齿类动物的脱毛，配方3适合给犬脱毛。

实验动物处死方法

实验动物的处死方法很多，应根据动物实验目的、实验动物品种（品系）、以及需要采集标本的部位等因素，选择不同的处死方法。无论采用哪一种方法，都应遵循安乐死的原则。安乐死是指在不影响动物实验结果的前提下，使实验动物短时间无痛苦地死亡。处死实验动物时应注意，首先要保证实验人员的安全；其次要确认实验动物已经死亡，通过对呼吸、心跳、瞳孔、神经反射等指征的观察，对死亡作出综合判断；再者要注意环保，避免污染环境，还要妥善处理好尸体。
一、颈椎脱臼处死法
此法是将实验动物的颈椎脱臼，断离脊髓致死，为大、小鼠最常用的处死方法。操作时实验人员用右手抓住鼠尾根部并将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，用左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部，右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方，造成颈椎脱臼，脊髓与脑干断离，实验动物立即死亡。
二、断头处死法
此法适用于鼠类等较小的实验动物。操作时，实验人员用左手按住实验动物的背部，拇指夹住实验动物右腋窝，食指和中指夹住左前肢，右手用剪刀在鼠颈部垂直将鼠头剪断，使实验动物因脑脊髓断离且大量出血死亡。
三、击打头盖骨处死法
主要用于豚鼠和兔的处死。操作时抓住实验动物尾部并提起，用木锤等硬物猛烈打击实验动物头部，使大脑中枢遭到破坏，实验动物痉挛并死亡。
四、放血处死法
此法适用于各种实验动物。具体做法是将实验动物的股动脉、颈动脉、腹主动脉剪断或剪破、刺穿实验动物的心脏放血，导致急性大出血、休克、死亡。
犬、猴等大动物应在轻度麻醉状态下，在股三角做横切口，将股动脉、股静脉全部暴露并切断，让血液流出。操作时用自来水不断冲洗切口及血液，既可保持血液畅流无阻，又可保持操作台清洁，使实验动物急性大出血死亡。
五、空气栓塞处死法
处死兔、猫、犬常用此法。向实验动物静脉内注入一定量的空气，形成肺动脉或冠状动脉空气栓塞，或导致心腔内充满气泡，心脏收缩时气泡变小，心脏舒张时气泡变大，从而影响回心血液量和心输出量，引起循环障碍、休克、死亡。空气栓塞处死法注入的空气量，猫和兔为20~50ml，犬为90~160ml。
六、过量麻醉处死法
此法多用于处死豚鼠和家兔。快速过量注射非挥发性麻醉药（投药量为深麻醉时的30倍），或让动物吸入过量的乙醚，使实验动物中枢神经经过过度抑制，导致死亡。
七、毒气处死法
让实验动物吸入大量CO2等气体而中毒死亡。

实验动物体液采集方法

一、血液的采集（见上文）
二、尿液的采集
实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。
（一）、用代谢笼采集尿液
代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2。一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊装置收集尿液。
（二）、导尿法收集尿液
施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动物导尿术。
用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。
（三）输尿管插管采集尿液
一般用于要求精确计量单位时间内实验动物排尿量的实验。剖腹后，将膀胱牵拉至腹腔外，暴露膀胱底两侧的输尿管。在两侧输尿管近膀胱处用线分别结扎，于输尿管结扎处上方剪一小口，向肾脏方向分别插入充满生理盐水的插管，用线结扎固定插管，即可见尿液从插管滴出，可以收集。采尿过程中要用38℃热生理盐水纱布遮盖切口及膀胱。
（四）压迫膀胱采集尿液
实验人员用手在实验动物下腹部加压，手法既轻柔又有力。当增加的压力使实验动物膀胱括约肌松弛时，尿液会自动流出，即行收集。
（五）穿刺膀胱采集尿液
实验动物麻醉固定后，剪去下腹部耻骨联合之上，腹正中线两侧的被毛，消毒后用注射针头接注射器穿刺。取钝角进针，针头穿过皮肤后稍微改变角度，以避免穿刺后漏尿，然后刺向膀胱方向，边缓慢进针边回抽，直到抽到尿液为止。
（六）剖腹采集尿液
按上述穿刺膀胱采集尿液法做术前准备，其皮肤准备范围应更大。剖腹暴露膀胱，直视下穿刺膀胱抽取尿液。也可于穿刺前用无齿镊夹住部分膀胱壁，从镊子下方的膀胱壁进针抽尿。
（七）提鼠采集尿液
鼠类被人抓住尾巴提起即出现排尿反射，以小鼠的这种反射最明显。可以利用这一反射收集尿液。当鼠类被提起尾巴排尿后，尿滴挂在尿道外口附近的被毛上，不会马上流走，操作人员应迅速用吸管或玻璃管接住尿滴。

三、胸水和腹水的采集
（一）胸水的采集
主要采用胸腔穿刺法收集实验动物的胸水，也可处死实验动物剖开胸腔采集胸水。
1. 穿刺点定位
于实验动物腋后线第11~12肋间隙穿刺，穿刺针紧贴肋骨上缘，否则容易损伤肋间神经。也可在胸壁近胸骨左侧缘第4~5肋间隙穿刺。
2. 穿刺方法
实验动物取立位或半卧位固定，局部皮肤去毛、消毒、麻醉，穿刺针头与注射器之间接三通连接装置，实验人员以左手拇指、食指绷紧局部皮肤，右手握穿刺针紧靠肋骨下缘处垂直进针，穿刺肋间肌时产生一定阻力，当阻力消失有落空感时，说明已刺入胸膜腔，用左手固定穿刺针，打开三通连接装置，缓慢抽取胸水。
（二）腹水的采集
实验动物被固定于站立位。局部皮肤去毛、消毒、麻醉。用无菌止血钳小心提起皮肤，右手持小针头或穿刺套管针沿下腹部靠腹壁正中线处轻轻垂直刺入，注意不可刺入太深，以免损伤内脏，针头有落空感后，说明穿刺针已

四、分泌液的采集
（一）阴道分泌物的采集
适于观察阴道角质化上皮细胞。
1. 滴管冲洗法
用消毒滴管吸取少量生理盐水仔细、反复冲洗被检雌性动物阴道，将冲洗液吸出滴在载波片上晾干后染色镜检。也可直接将冲洗液置于低倍显微镜下观察，根据细胞类型变化鉴别实验动物动情周期中的不同时期。
2. 檫拭法
用生理盐水将消毒棉拭子湿润后，挤干棉拭子上的生理盐水，轻轻插入雌性动物阴道内，沿阴道内壁檫拭、转动，然后取出并作阴道涂片，进行镜检。
（二）精液的采集
1. 人工阴道套采精液法
本法适用于犬、猪、羊等大动物，采用特制的人工阴道套套在实验动物阴茎上采集精液。采精时，一手捏住阴道套，套住雄性动物的阴茎，以完全套住雄性动物的阴茎为佳，插入阴道套后，若实验动物发出低叫声，表明已经射精。此时可取下阴道套，拆下采精瓶，取出精液，迅速做有关检查。
2.阴道栓采精法
本法是将阴道栓涂片染色，镜检凝固的精液。阴道栓是雄性大、小鼠的精液和雌性阴道分泌物混合，在雌鼠阴道内凝结而成白色稍透明、圆锥形的栓状物，一般交配后2~4小时即可在雌鼠阴道口形成，并可在阴道停留12~24小时。
3.其他采精液法
用电流等物理方法刺激雄性动物的阴茎或其他性敏感区，使雄性动物被刺激发情，直至射精，用采精瓶采集射出的精液。
（三）乳汁的采集
用按摩挤奶收集乳汁的方法适合犬、猪、羊等大动物乳汁的采集。选用哺乳期的实验动物，在早上采集乳汁量最多，用手指轻轻按摩实验动物乳头，使乳汁自然流出，如乳汁不能自然流出，可张开手掌从乳房基底部朝乳头方向按摩、挤呀整个乳房，即可挤出乳汁。

五、骨髓的采集
采集骨髓一般选择胸骨、肋骨、髁骨、胫骨和股骨等造血功能活跃的骨组织。猴、犬、羊等大动物骨髓的采集用活体穿刺取骨髓的方法；大、小鼠等小动物骨头小难穿刺，只能剖杀后采胸骨、股骨的骨髓。
（一）猴、犬、羊等的骨髓采集法
1. 骨髓穿刺点定位
（1）胸骨：穿刺部位在胸骨中线，胸骨体与胸骨柄连接处，或选胸骨上1/3部。
（2）胫骨：穿刺部位在胫骨内侧，胫骨上端的下方1厘米处。
（3）肋骨：穿刺部位在第5~7肋骨各自的中点上。
（4）髁骨：穿刺部位在髁前上棘后2~3厘米的髁嵴。
（5）股骨：穿刺部位在股骨内侧面，靠下端的凹面处。
2. 骨髓穿刺方法
（1）实验动物按要求固定，穿刺部位去毛、消毒、麻醉，要求局部麻醉范围直达骨膜，也可作全麻。
（2）操作人员带消毒手套，确定穿刺点，估计从皮肤到骨髓的距离并依此固定骨髓穿刺针长度。左手拇、食指绷紧穿刺点周围皮肤，右手持穿刺针在穿刺点垂直进针，小弧度左右旋转钻入，当有落空感时表示针尖已进入骨髓腔。用左手固定穿刺针，右手抽出针芯，连接注射器缓慢抽吸骨髓组织，当注射器内抽到少许骨髓时立即停止抽吸，取出注射器将骨髓推注到载玻片上，迅速涂片数张，以备染色镜检。
（3）左手压住穿刺点周围皮肤，迅速拔出穿刺针，用棉球压迫数分钟。如穿刺的是肋骨，除压迫止血外，还需胶布封贴穿刺点，防止发生气胸。
（二）大鼠、小鼠的骨髓采集法
将实验动物剖杀、固定，解剖取出股骨或胸骨，于第三胸骨节处剪断，将其断面的骨髓挤在有稀释液的试管内或玻片上，继而涂片、染色、镜检。